动物实验基本技术完整版.docx
- 文档编号:11252380
- 上传时间:2023-02-26
- 格式:DOCX
- 页数:15
- 大小:207.81KB
动物实验基本技术完整版.docx
《动物实验基本技术完整版.docx》由会员分享,可在线阅读,更多相关《动物实验基本技术完整版.docx(15页珍藏版)》请在冰豆网上搜索。
动物实验基本技术完整版
动物实验基本技术完整版
动物实验基本技术
内容:
实验动物抓取保定方法
实验动物标记编号方法
实验动物被毛去除方法
实验动物给药途径和方法
实验动物体液和采血方法
实验动物麻醉方法
实验动物处死方法
实验动物抓取固定方法
一、小鼠的抓取固定
1、小鼠性情较温顺,挣扎力小,比较容易抓取和固定。
抓取时,用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部放在格板或铁笼上。
2、趁着小鼠试图挣脱的瞬间,迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌。
3、放松拇指和食指,用另外三个手指控制小鼠,然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠,完成抓取固定。
4、小鼠性情较温顺,一般不咬人,比较容易固定。
通常是用右手提起小鼠的尾部,将其放在鼠盖或其它粗糙表面上,在小鼠向前爬行时,迅速用左手拇指和食指捏住其双耳及颈后部皮肤,将小鼠置于左手掌心上,再以右手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部,即可将小鼠完全固定。
注意事项:
抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部,不能仅捏住小鼠尾巴的尾端,因为这时小鼠的重量全部集中到尾端,如果小鼠挣扎,有可能弄破尾端。
在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时,可将小鼠用线绳捆绑在木版上,或固定在尾静脉注射架及粗试管中。
二、大鼠的抓取固定
抓取大鼠前最好戴上防护手套,右手轻轻抓住大鼠尾巴的中部并提起,迅速放在笼盖上或其他粗糙面上,左手顺势按、卡在大鼠躯干背部,稍加压力向头颈部滑行,以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤,其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤,完成抓取固定。
三、豚鼠的抓取固定
捉拿时,实验人员可先用手轻轻扣、按住豚鼠背部,顺势抓紧其肩胛上方皮肤,拇指和食指环其颈部,用另一只手轻轻托住其臀部,即可将豚鼠抓取固定。
四、兔的抓取固定
抓取固定方法是用右手把两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤,提起家兔,然后用左手托住臀部。
另一种方法是使用家兔固定栏,打开固定栏的前盖,抓取家兔放进栏内,右手抓住家兔耳朵将头部拉过固定栏的开孔,迅速关上栏门。
五、犬的抓取固定
犬性情凶猛、咬人,但通人性。
如果犬在动物实验前曾与实验人员有接触,受过驯养调教,抓取固定就比较容易。
受过驯养的犬或哔格犬的抓取固定,实验人员应弯下膝盖,一只胳膊绕着它的胸部,另一只胳膊绕着后肢的大腿,两只胳膊一起绕着将犬抱起。
取固定比较凶猛的犬时,应使用特制的长柄犬头钳夹住犬颈部,注意不要夹伤嘴或其他部位。
夹住犬颈后,迅速用链绳从犬夹下面圈套住犬颈部,立即拉紧犬颈部链绳使犬头固定。
再用1米长的绷带打一活套从犬的背面或侧面将活套套在其嘴面部,迅速拉紧活套结,将结打在颌上,然后绕到下颌打一个结,最后将绷带引至颈后部打结固定。
实验动物标记编号方法
一、染色法
染色法是用化学药品在实验动物身体明显的部位,如被毛、四肢等处进行涂染,以染色部位、颜色不同来标记区分实验动物,是最常用、最易掌握的经济犯罪分子方法。
1、常用染色剂
(1)3%~5%苦味酸溶液,可染成黄色。
(2)0.5%中性红或品红溶液,可染成红色。
(3)2%硝酸银溶液,可染成咖啡色(涂染后在可见光下暴露十分钟)。
(4)煤焦油酒精溶液,可染成黑色。
2、染色方法
染色法适用于被毛白色的实验动物如大白鼠、小白鼠等。
(1)单色涂染法。
单色涂染法是用单一颜色的染色剂涂染实验动物不同部位的方法。
常规的涂染顺序是从左到右、从上到下。
左前肢为1号、左侧腹部2号、左后肢3号、头部4号、背部5号、尾根部6号、右前肢为7、右侧腹部8号、右后肢9号、不作染色标记为10号。
此法简单、易认,在每组实验动物不超过10只的情况下适用。
(2)双色涂染法
双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。
例如用苦味酸(黄色)染色标记作为个位数,用品红(红色)染色标记作为十位数。
个位数的染色标记方法同单色涂染法;十位数的染色标记方法参照单色涂染法,即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、头部40号、背部50号、尾根部60号、右前肢70号、右侧腹部80号、右后肢90号,第100号不作染色标记。
比如标记第12号实验动物,在其左前肢涂染品红(红色),在其左侧腹部涂上苦味酸(黄色)即可。
双色法色法可标记100位以内的号码。
(3)直接标号法
直接标号法是使用染色剂直接在实验动物被毛、肢体上编写号码的方法。
实验动物太小或号码位数太多时,不宜采用此方法。
染色法虽然简单方便,不会给实验动物造成损伤和痛苦,但是长时间实验会使涂染剂自行褪色,因而染色法对慢性实验不适用。
如果所做慢性实验只能采用此种染色方法,则应注意不断地补充和加深染色。
另外,常用染色剂的毒性对实验动物的影响也是需要注意的一个问题。
二、孔法
耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号,根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少,来区分实验动物的方法。
用打孔机在耳朵打孔后,必须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部,以免伤口愈合过程中将耳孔闭合。
耳孔法可标记三位数之内的号码。
另一种耳孔法是用剪刀在实验动物的耳郭上剪缺口的方法,作为区分实验动物的标记。
三、烙印法
烙印法是直接把标记编号烙印在实验动物身体上的方法,尤如盖印章一样。
烙印方法有两种,对犬等大动物,可将标记号码烙印在其皮肤上(如耳、面、鼻、四肢等部位),对家兔、豚鼠等动物,可用数字号码钳在其耳朵上刺上号码;烙印完成后,伤口涂抹酒精黑墨等颜料,即可清楚读出号码。
烙印法对实验成绩动物会造成轻微损伤,操作时宜轻巧、敏捷,必要时麻醉,以减少痛苦。
四、挂牌法
挂牌法:
是将编好的号码烙印在金属牌上,挂在实验动物颈部、耳部、肢体或笼具上,用来区别实验动物的一种方法。
金属牌应选用不生锈、刺激小的金属材料,制成轻巧、美观的小牌子。
实验人员可根据实验动物品种、实验类型及实验方式,选择合适的标记编号方法。
一般来说,大、小鼠多采用染色法,家兔宜使用耳孔法,犬、
猴、猫较适合挂牌法,犬还可用烙印法。
实验动物被毛去除方法
一、拔毛法
实验动物被固定后,用食指和拇指将暴露部位的毛拔去。
进行采血或动、静脉穿刺时,常用此方法暴露血管穿刺的部位。
拔毛不但暴露了血管,而且刺激了局部组织产生扩张血管的作用。
如作兔耳缘静脉和鼠静脉采血,就要拔去上述静脉表面的被毛。
二、剪毛法
实验动物被固定后,用水湿润局部被毛,绷紧局部皮肤,用剪刀紧贴皮肤表面剪去被毛。
这是家兔和犬颈部手术,家兔胸、腹部手术,局部皮肤需要去除被毛时常采用的方法。
注意剪毛过程中切不可提起被毛,以免剪伤皮肤。
同时为了避免被毛到处飞扬,应预先准备一个盛有自来水的杯子装载剪下来的被毛。
三、剃毛法
实验动物固定后,用刷子蘸温肥皂水将需要暴露部位的被毛湿透,用剪刀剪去被毛,然后用剃毛刀逆被毛生长方向剃去残留被毛。
剃毛时必须绷紧局部皮肤,尽量不要剃破皮肤。
剃毛法常用于大动物手术区域皮肤的术前准备。
剃毛刀除专用刀具外,尚可用止血钳夹持半片新剃须刀片代替,但要小心不要割破皮肤或血管。
四、脱毛法
脱毛法是采用化学脱毛剂进行脱毛的方法。
此法常用于大动物无菌手术,局部皮肤刺激性实验,观察实验动物局部血液循环等实验。
1、常用脱毛剂配方
(1)配方1:
硫化纳8g溶于100ml水中。
(2)配方2:
硫化纳:
肥皂粉:
淀粉的比例为3:
1:
7,再加水调至糊状。
(3)配方3:
硫化纳10g和生石灰15g溶于100ml水中。
2、脱毛方法
使用脱毛剂前应剪去局部被毛,但剪毛前不能用水湿润被毛,以免脱毛剂流入毛根造成损伤。
脱毛时用镊子夹棉球或纱布团蘸脱毛剂涂抹一层在已剪去被毛的部位,3~5分钟后,用温水洗去脱下的毛和脱毛剂。
再用干纱布将水擦干,涂上一层油脂。
注意操作时动作应轻巧,以免脱毛剂沾在实验人员的皮肤、粘膜上,造成不必要的损伤。
实验动物给药途径和方法
一、皮下注射
注射时以左手拇指和食指提起皮肤,将连有5(1/2)号针头的注射器刺入皮下。
皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧,豚鼠在后大腿的内侧或小腹部;大白鼠可在侧下腹部。
兔在背部或耳根部注射。
蛙可在脊背部淋巴腔注射。
二、皮内注射
皮内注射时需将注射的局部脱去被毛,消毒后,用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧,在两指之间,用结核菌素注射器连4(1/2)细针头,紧贴皮肤表层刺入皮内,然后再向上挑起并再稍刺入,即可注射药液,此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
三、肌肉注射
肌肉注射应选肌肉发达,无大血管通过的部位,一般多选臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉,回抽如无回血,即可进行注射。
给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时,用左手抓住鼠两耳和头部皮肤,右手取连有5(1/2)针头的注射器,将针头刺入大腿外侧肌肉,将药液注入。
四、腹腔注射
用大、小白鼠做实验时,以左手抓住动物,使腹部向上,右手将注射针头于左(或右)下腹部刺入皮下,使针头向前推 0.5~1.0cm,再以45度角穿过腹肌,固定针头,缓缓注入药液,为避免伤及内脏,可使动物处于头低位,使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔,进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
五、静脉注射
1、兔:
兔耳部血管分布清晰。
兔耳中央为动物,耳外缘为静脉。
内缘静脉深不易固定,故不用。
外缘静脉表浅易固定,常用。
先拔去注射部位的被毛,用手指弹动或轻揉兔耳,使静脉充盈,左手食指和中指夹住静脉的近端,拇指绷紧静脉的远端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入,移动拇指于针头上以固定针头,放开食指和中指,将药液注入,然后拔出针头,用手压迫针眼片刻。
2、小白鼠和大白鼠
一般采用尾静脉注射,鼠尾静脉有三根,左右两侧及背侧各一根,左右两侧尾静脉比较容易固定,多采用,背侧一根也可采用。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中,使尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器连4(1/2)号细针头,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾下四分之一处(约距尾尖2-3厘米)处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射
3、狗
狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉
,狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。
注射前由助手将动物侧卧,剪去注射部位的被毛,用胶皮带扎紧(或用手抓紧)静脉近端,使血管充盈,从静脉的远端将注射针头平行刺入血管,待有回血后,松开绑带(或两手),缓缓注入药液。
实验动物体液和采血方法
一、常用的采血方法
有割(剪)尾采血、眼眶静脉丛采血、断头采血、心脏采血、颈静脉(动脉)采血、股动脉(静脉)采血、耳静脉采血、前肢头静脉采血、后肢小静脉采血等。
小鼠摘眼球采血:
左手抓住小鼠颈部皮肤,轻压在实验台上,取侧卧位,左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压,使眼球突出。
用眼科弯镊迅速夹去眼球,将鼠倒立,用器皿接住流出的血液。
采血完毕立即用纱布压迫止血。
每次采血量0.6-0.1ml。
兔心脏采血:
兔仰卧位固定,剪去胸前区被毛,皮肤消毒后,用左手食指在左侧第3-4肋间触摸到心搏处,右手持带有4-5号针头的注射器,选择心搏最强处穿刺,当刺中心脏时,血液会自动进入注射器。
每次采血量20-25ml。
兔耳中动脉采血每次采血量15ml。
二、尿液的采集
1、用代谢笼采集尿液:
代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液,是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼,有的代谢笼除可收集尿液外,又可收集粪便和动物呼出的CO2。
一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。
防在代谢笼内饲养的实验动物,可通过其特殊装置收集尿液。
2、导尿法收集尿液:
施行导尿术,较适宜于犬、猴等大动物。
一般不需要麻醉,导尿时将实验动物仰卧固定,用甘油润滑导尿管。
对雄性动物,操作员用一只手握住阴茎,另一只手将阴茎包皮向下,暴露龟头,使尿道口张开,将导尿管缓慢插入,导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感,此时注意动作轻柔,继续向膀胱推进导尿管,即有尿液流出。
雌性动物尿道外口在阴道前庭,导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口,其后操作同雄性动物导尿术。
用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。
如果严格执行无菌操作,可收集到无菌尿液。
3、输尿管插管采集尿液:
一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。
剖腹后,将膀胱牵拉至腹腔外,暴露膀胱底两侧的输尿管。
在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎,于输尿管结扎处上方剪一小口,向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管,用线结扎固定插管,即可见尿液从插管滴出,可以收集。
采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱
三、胸水和腹水的采集
1、胸水的采集:
主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水,也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。
(1)穿刺点定位
(2)穿刺方法
2、腹水的采集
实验动物被固定于站立位。
局部皮肤去毛、消毒、麻醉。
用无菌止血钳小心提起皮肤,右手持小针头或穿刺套管针沿下腹部靠腹壁正中线处轻轻垂直刺入,注意不可刺入太深,以免损伤内脏,针头有落空感后。
四、泌液的采集
精液采集法
阴道栓采精法本法是将阴道栓涂片染色,镜检凝固的精液。
阴道栓是雄性大、小鼠的精液和雌性阴道分泌物混合,在雌鼠阴道内凝结而成白色稍透明、圆锥形的栓状物,一般交配后2~4小时即可在雌鼠阴道口形成,并可在阴道停留12~24小时。
五、骨髓的采集
采集骨髓一般选择胸骨、肋骨、髁骨、胫骨和股骨等造血功能活跃的骨组织。
猴、犬、羊等大动物骨髓的采集用活体穿刺取骨髓的方法;大、小鼠等小动物骨头小难穿刺,只能剖杀后采胸骨、股骨的骨髓。
1、猴、犬、羊等的骨髓采集法
骨髓穿刺点定位
(1)胸骨:
穿刺部位在胸骨中线,胸骨体与胸骨柄连接处,或选胸骨上1/3部。
(2)胫骨:
穿刺部位在胫骨内侧,胫骨上端的下方1厘米处。
(3)肋骨:
穿刺部位在第5~7肋骨各自的中点上。
(4)髁骨:
穿刺部位在髁前上棘后2~3厘米的髁嵴。
(5)股骨:
穿刺部位在股骨内侧面,靠下端
实验动物麻醉方法
一、动物实验中常用的麻醉剂
1、挥发性麻醉剂这类麻药包括乙醚、氯仿等。
乙醚吸入麻醉适用于各种动物,其麻醉量和致死量差距大,所发安全度亦大,动物麻醉深度容易掌握,而且麻后苏醒较快。
其缺点是对局部刺激作用大,可引起上呼吸道粘膜液体分泌增多,再通过神经反射可影响呼吸、血压和心跳活动,并且容易引起窒息,故在乙醚吸入麻醚时必需有人照看,以防麻醉过深而出现上情况。
2、非挥发性麻醉剂这类麻醉剂种类较多,包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物,氨基甲酸乙脂和水合氯醛。
这些麻醉剂使用方便,一次给药可维持较长的麻醉时间,麻醉过程较平衡,动物无明显挣扎现象。
但缺点是苏醒较慢。
3、中药麻醉剂动物实验时有时也用到象洋金花和氢溴酸东莨菪碱等中药麻醉剂,但由于其作用不够稳定,而且常需加佐剂麻醉效果才能理想,故在使用过程中不能得到普及,因而,多数实验室不选用这类麻醉剂进行麻醉
二、实验动物的麻醉方法
1、全身麻醉
(1)吸入法
(2)腹腔和静脉给药麻醉法
2、局部麻醉
(1)猫的局部麻醉一般应用0.5-1.0%盐酸普鲁卡因注射。
粘膜表面麻醉宜用2%盐酸可卡因。
(2)在眼球手术时,可于结膜囊滴入0.02%盐酸可卡因溶液,数秒钟即可出现麻醉。
(3)狗的局部麻醉用0.5-1%盐酸普鲁卡因注射。
眼、鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。
3、麻醉注意事项
(1)静脉注射必须缓慢,同时观察肌肉紧张性、角膜反射和对皮肤夹捏的反应,当这些活动明显减弱或消失时,立即停止注射。
配制的药液浓度要适中,不可过高,以兔麻醉过急;但也不能过低,以减少注入溶液的体积。
(2)麻醉时需注意保温。
麻醉期间,动物的体温调节机能往往受到抑制,出现体温下降,可影响实验的准确性。
此时常需采取保温措施。
保温的方法有:
实验桌装灯,电褥,台灯照射等。
无论用哪种方法加温都应根据动物的肛门体温而定。
常用实验动物正常体温:
猫为38.6℃±1.0℃,兔为38.4℃±1.0℃,大鼠为39.3℃±0.5℃。
(3)作慢性实验时,在寒冷冬季,麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。
实验动物处死方法
一、椎脱臼处死法
此法是将实验动物的颈椎脱臼,断离脊髓致死,为大、小鼠最常用的处死方法。
操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部,右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方,造成颈椎脱臼,脊髓与脑干断离,实验动物立即死亡。
二、断头处死法
此法适用于鼠类等较小的实验动物。
操作时,实验人员用左手按住实验动物的背部,拇指夹住实验动物右腋窝,食指和中指夹住左前肢,右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断,使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。
三、击打头盖骨处死法
主要用于豚鼠和兔的处死。
操作时抓住实验动物尾部并提起,用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部,使大脑中枢遭到破坏,实验动物痉挛并死亡。
四、放血处死法
此法适用于各种实验动物。
具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血,导致急性大出血、休克、死亡。
犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下,在股三角做横切口,将股动脉、股静脉全部暴露并切断,让血液流出。
操作时用自来水不断冲洗切口及血液,既可保持血液畅流无阻,又可保持操作台清洁,使实验动物急性大出血死亡。
五、空气栓塞处死法
处死兔、猫、犬常用此法。
向实验动物静脉内注入一定量的空气,形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞,或导致心腔内充满气泡,心脏收缩时气泡变小,心脏舒张时气泡变大,从而影响回心血液量和心输出量,引起循环障碍、休克、死亡。
空气栓塞处死法注入的空气量,猫和兔为20~50ml,犬为90~160ml。
六、过量麻醉处死法
此法多用于处死豚鼠和家兔。
快速过量注射非挥发性麻醉药(投药量为深麻醉时的30倍),或让动物吸入过量的乙醚,使实验动物中枢神经经过过度抑制,导致死亡。
- 配套讲稿:
如PPT文件的首页显示word图标,表示该PPT已包含配套word讲稿。双击word图标可打开word文档。
- 特殊限制:
部分文档作品中含有的国旗、国徽等图片,仅作为作品整体效果示例展示,禁止商用。设计者仅对作品中独创性部分享有著作权。
- 关 键 词:
- 动物 实验 基本 技术 完整版
![提示](https://static.bdocx.com/images/bang_tan.gif)