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露点法、热电偶法较适宜测定柔软叶片的水势,且精确度高,可在一定范围内重复测定叶片的水势,是较好的水势测定方法。
植物的水势可作为制定灌溉的生理指标。
Ⅰ、小液流法
一、目的
通过实验,掌握用小液流法测定植物组织水势的原理和方法。
二、原理
水势代表水的能量水平,水总是从水势高处流向低处。
水进入植物体内并分布到各组织器官中的快慢或难易由水势差来决定,水势越高,植物组织的吸水能力越差,而供给水能力越强。
当植物组织与一系列浓度递增的溶液接触后,如果植物组织水势大于(或小于)外液的水势,则组织失水(或吸水),使外液浓度变低(或变高),密度变小(或变大)。
如果植物组织的水势等于外液的水势时,植物组织既不失水也不吸水,外液浓度不变。
当取浸泡过植物组织的溶液的小滴(亦称小液流,为便于观察应先染色),分别放入原来浓度相同而未浸泡植物组织的溶液中部时,小液流就会因密度不同而发生上升或下沉或不动的情况。
小液流在其中不动的溶液的水势(该溶液为等渗浓度),即等于植物组织的水势。
三、材料、设备及试剂
1.材料:
植物叶片;
马铃薯块茎等。
2.仪器设备:
试管;
小瓶;
小塞子;
打孔器(直径0.5㎝);
尖头镊子;
移液管(1ml、5ml、10ml);
注射针钩头滴管;
刀片。
3.试剂:
1mol·
L-1蔗糖液;
甲烯蓝粉。
四、实验步骤
1.系列糖浓度配制
1.1取干燥洁净试管8支,贴上标签,编号,用1mol·
L-1蔗糖母液配成0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6、0.7、0.8mol·
L-1浓度的糖液,各管总量为10ml,并塞上塞子(防止浓度改变),作为甲组。
1.2另取干燥洁净的小试管8个,标明0.1、0.2、0.3、0.4、0.5、0.6、0.7、0.8mol·
L-1浓度,分别从甲组取相应浓度糖液4ml盛于小试管中,随即塞上塞子,作为乙组。
2.取样及测定
2.1选取生长一致的叶片,用直径为0.5cm的打孔器钻取圆片,在玻璃皿内混匀,然后用镊子把圆片放进乙组小瓶中,每瓶放15~20片,(若采用植物块茎如马铃薯,先用打孔器钻取圆条,然后切成约1mm厚圆片,每瓶放5片),立即塞紧塞子,放置40min左右,其间轻轻摇动几次,以加速平衡。
2.2到预定时间后,各小瓶加入几粒甲烯蓝粉染色,摇匀,取8支干燥洁净的注射针钩头滴管,分别从乙组中取出溶液,插入甲组原相应浓度蔗糖溶液的中部,轻轻挤出钩头滴管内的溶液,使成小液滴,并小心地抽出钩头滴管(注意勿搅动溶液),注意观察那些管的小液滴往上移动,那些管的小液滴往下移动,那一管的小液滴静止不动。
如果某一管中的小液滴悬浮不动,则说明该管溶液与小液流的密度相等,也即植物组织与该浓度糖液间未发生水分净交换,植物组织的水势等于该糖液的水势,根据公式算出该糖液水势也即得出植物组织水势。
若前一浓度溶液小液流下沉,而后一浓度溶液中上浮,则组织的水势值介于两糖液水势之间,可取平均值计算。
2.3结果记录
按下表记录实验结果
系列浓度糖液的配置和实验结果记录表
需配糖液浓度
(mol·
L-1)
1mol·
L-1糖液
(ml)
蒸馏水
小液流移动方向
(上、下或不动)
0.10
1
9
0.20
2
8
0.35
3
7
0.40
4
6
0.50
5
0.60
0.70
0.80
五、植物组织水势值计算
将测得的等渗浓度值代入以下公式计算出植物组织的水势:
公式中:
ψW=ψл=-iCRT(MPa)
ψW—植物组织水势,单位:
Mpa(兆帕)
ψл—溶液的渗透势(即溶液的水势)
C—等渗浓度(mol·
R—气体常数(0.0083L·
MPa·
mol-1·
K-1)
T—热力学温度(273+t℃)
i—解离系数(蔗糖=1;
CaCl2=2.60)
六、注意事项
1.配制糖液浓度要准确,并充分摇匀。
2.取样时选材要一致。
3.打孔时要避开大叶脉。
加甲烯蓝要适量,过多会影响溶液浓度,过少则很难识别小液流移动方向。
实验二植物细胞渗透势的测定
1.植物细胞的渗透势取决于液泡的溶质浓度,因此又称溶质势。
渗透势与植物水分代谢、生长及抗性等有密切关系。
已知在干旱、盐渍等条件下,一些植物常在细胞内主动积累溶质,以降低其渗透势,增加吸水能力,而在一定程度上维持膨压,保障细胞的生长和气孔的开放,这种现象叫做渗透调节作用。
渗透调节能力的大小可以用逆境条件下细胞的渗透势的降低值来表示,在水分生理与抗性生理研究中经常需要测定。
本实验目的在于掌握植物组织渗透势的测定原理及方法。
将植物组织放入一系列不同浓度的蔗糖溶液中,经过一段时间,植物细胞与蔗糖溶液间将达到渗透平衡状态。
如果在某一溶液中细胞脱水达到平衡时刚好处于临界质壁分离状态,则细胞的压力势ψρ正要下降为零。
此时细胞液的渗透势ψπ等于外液的渗透势ψπ0,此溶液即为该组织的等渗溶液,其浓度即为该组织的等渗浓度。
知道了等渗浓度,即可按公式计算出细胞液的渗透势(ψπ)。
实际测定时,由于临界质壁分离状态难以在显微镜下直接观察到,所以一般均以初始质壁分离作为判断等渗浓度的标准。
处于初始质壁分离状态的细胞体积,比吸水饱和时略小,故细胞液浓缩而渗透势略低于吸水饱和时的渗透势,此种状态下的渗透势称基态渗透势。
三、材料、仪器设备及试剂
洋葱、紫鸭跖草、大葱鳞茎。
显微镜;
载玻片与盖玻片;
温度计;
刀片;
培养皿(直径5cm);
试剂瓶;
烧杯;
容量瓶;
量筒;
吸水纸;
吸管等。
3.试剂及配制:
L-1蔗糖溶液配制:
称取蔗糖34.23g,溶于蒸馏水中,定容至100ml。
0.03%中性红溶液。
2.四、实验步骤
1.系列蔗糖溶液配制
取9套直径为5cm的培养皿,编号,按下表配制成0.30~0.70mol·
L-1的蔗糖溶液。
试剂
管号
1
2
3
4
5
6
7
8
9
L-1蔗糖溶液(ml)
蒸馏水(ml)
0.30
9.70
9.65
9.60
0.45
9.55
9.50
0.55
9.45
0.60
9.40
0.65
9.35
9.30
蔗糖浓度(mol·
加入表中试剂后,充分摇匀,盖上培养皿盖备用。
2.用镊子剥取供试材料下表皮,大小以0.5cm2为宜。
立即浸入不同浓度的蔗糖溶液中,每一浓度放4~5片。
同时记录室温。
为便于观察,可先将切片于0.03%中性红染色5min左右,吸去水分,再浸入蔗糖溶液中,但如不加染色即能区别质壁分离时,仍以不染色为宜。
3.表皮细胞在蔗糖溶液中浸泡20~30min,取出放载玻片上,滴一滴相同浓度的糖液,盖以盖玻片,在显微镜下观察,确定引起50%以上细胞发生初始质壁分离(即原生质体刚从细胞壁的角隅分离)的浓度,每1制片观察的细胞不应少于100个。
如果在两个相邻浓度的切片中,一个没有发生质壁分离,另一个发生质壁分离的细胞数超过50%,则这两个浓度的平均值为其等渗浓度。
检查时可先从中间浓度开始。
五、结果计算
根据所测得的等渗浓度和室温,可用下式计算供试溶液的渗透势(ψπ0),即为细胞的渗透势(ψπ)。
ψπ=ψπ0=-iCRT(Mpa)
ψπ0—供试溶液的渗透势,单位:
C—等渗糖液浓度(mol·
R—气体常数(0.0083L·
Mpa·
mol-1·
K-1)
T—热力学温度(273+t℃)
i—解离系数(蔗糖=1,CaCl2=2.60)
实验三气孔状况的观测
气孔在叶子上的分布、密度、形状、大小以及开闭等,与植物的光合及蒸腾等生理过程有密切关系,因而很有必要研究。
如在研究化学物质及其他因素对植物的光合、蒸腾、抗性等的影响时,经常需要观察或测定气孔的开闭程度。
Ⅰ、渗入法
通过实验,掌握用渗入法观测植物叶片气孔开闭状况的原理和方法。
各种液体对植物叶片的湿润力不同,湿润力愈强的液体,就愈容易附着于叶片表面而渗入气孔。
因此可用湿润力不同的液体测定气孔的大体开度。
1.材料:
植物叶片。
2.设备:
搪瓷盘;
秒表;
滴管大小规格一致的试剂瓶。
3.试剂:
液体石蜡;
无水乙醇;
苯;
二甲苯。
1.在室外取自然生长的叶片,于叶背中脉任意一侧依次滴上一滴液体石醋、无水乙醇、苯、二甲苯(应注意不同液体要滴在相近部位,但不可在同一处滴二种液体)。
四种液体的湿润力分别是:
液体石醋<无水乙醇<苯<二甲苯。
2.根据各种液体渗入的情况,确定气孔张开度,液体石醋能渗入者为大开,液体石醋不能渗入但无水乙醇能渗入者为中开,无水乙醇不能渗入而苯能渗入者为微开,苯不能渗入而二甲苯能渗入者则为近乎关闭。
二甲苯不能渗入者表示气孔完全关闭。
五、结果记录及分析
Ⅱ、印迹法
一、目的
通过实验,掌握用印迹法观测植物叶片气孔开闭状况的原理和方法。
把有机溶胶涂在植物的表面,胶体风干后就凝成薄膜,这膜就印有表皮组织各细胞的边界痕迹,从而显示出气孔的开闭情况,此法除用来观测气孔外,还可用于观测表皮组织上的细胞,茸毛以及蜜腺、蜜盘、刺、鳞片等。
2.仪器设备:
目镜测微尺;
载玻片;
盖玻片;
磨口玻璃瓶;
毛笔或小玻棒;
解剖针;
尖头镊子。
3.试剂:
脱脂棉;
牛皮胶;
甲苯;
石蜡(或阿拉伯胶)。
1.取牛皮胶5—10g,放入100ml水中,加热至70—80℃使成溶胶。
如冷却后变成凝胶,可加适量水并再加热使之成溶胶。
如需保存较长时间,可加数滴防腐剂如甲苯于溶胶表面,这样还可防止溶胶水分蒸发。
2.将溶胶涂抹于叶面成薄层,等待数分钟,溶胶干成薄膜后,用镊子取下。
在稍有湿润的载玻片上此膜就能粘贴牢固,即可长期保存。
为了长期保存,可在干燥条件下加盖玻片封固(胶膜如吸湿遇水,则印迹立即变形或消失,此种胶膜也不能与甘油、二甲苯、无水乙醇等液体相遇)。
封片时不加任何药液。
可直接用阿拉伯胶等将盖玻片四周粘固。
为避免阿拉伯胶中的二甲苯浸入盖玻片内,也可改用石蜡等封盖玻片。
3.牛皮胶印膜韧性较大,针挑镊夹及封片时均不易破碎。
风干后的薄膜均匀平整,镜检时十分清析(但如膜层太厚,封片就较困难)。
此外,牛皮胶印迹法所用胶液成本低,配制简单,成膜快慢适中,同时由于是水溶胶,所以不致伤害植物组织,因此可在同一组织的表面作连续印迹取样,以观察此部分组织表皮的系统发育。
Ⅲ、固定法
通过实验,掌握用固定法观测植物叶片气孔开闭状况的原理和方法。
无水乙醇能使植物细胞迅速脱水、死亡,因而细胞壁硬化,细胞形状固定,气孔也得
以保特原样,有利以后镜检研究,植物材料还可以长期保存。
1.材料:
镊子;
解剖刀。
无水乙醇。
用镊子撕剥下叶子的表皮(可先用解剖刀切一小口以利撕取),迅速地(愈快愈好)放入无水乙醇中固定、保存。
把固定好的表皮放在载玻片上,加几滴无水乙醇,盖上盖玻片,即可镜检。
此法成功的关键在于动作迅速,整个过程(撕下浸入无水乙醇)应不超过1—2秒钟,否则保卫细胞的细胞壁不能快速脱水硬化而难以保持原有形状,同时,本法只能用于表皮易撕取的植物组织。
实验四植物根系对离子的选择吸收
通过实验,证明植物根系对离子具有选择吸收的能力,并了解什么是生理酸性盐与生理碱性盐。
植物根系对不同离子吸收量是不同的,即使是同一种盐类,植物对其阳离子与阴离子的吸收量也不相同;
阴、阳离子被吸收的量不同,溶液的pH值就会发生变化。
本实验即是利用溶液pH值变化这一点来证明根系对离子的选择吸收。
水稻;
玉米;
小麦或其他植物根系。
移液管;
酸度计;
150ml烧杯;
量筒。
0.01mg·
ml-1(NH4)2SO4;
0.01mg·
ml-1NaNO3。
1.实验前培养好具有完整根系的水稻或小麦幼苗。
2.取150ml烧杯3个,分别加入0.01mg·
ml-1(NH4)2SO4、0.01mg·
ml-1NaNO3、蒸馏水100ml,用酸度计测定各溶液及蒸馏水的原始pH值。
3.取根系发育完善,大小相似的水稻或小麦植株,将其根系浸在上述已测原始pH值的各溶液中,每杯5株,在温室下经3~5h后,取出植株,并测定溶液pH值,记入下表。
植物从盐溶液中吸收离子后溶液pH值的变化
处理
pH值
放植株前
放植株后
(NH4)2SO4(0.01mg·
ml-1)
NaNO3(0.01mg·
蒸馏水
4.将放植株后溶液的pH减去放植株前的pH值,差值再减去蒸馏水中的pH变化值,即得到由于离子选择吸收所引起的pH值变化,正值表示pH升高,而负值表示pH值下降。
五、分析实验结果,为什么会有这种变化。
实验五叶绿体色素的提取、分离和理化性质
Ⅰ、叶绿体色素的提取、分离(纸层析法)
通过实验,掌握叶绿体色素提取、分离的基本原理和方法。
叶绿体中含有绿色素(叶绿素a和叶绿素b)和黄色素(胡萝卜素和叶黄素)。
这两类色素均不溶于水,而溶于有机溶剂,故常用酒精或丙酮等提取。
叶绿体色素可用色层分析法加以分离。
其原理主要是色素种类不同,被吸附剂吸附的强弱就不同,当用适当溶剂推动时,不同色素的移动速度不同,色素便被分离。
三、材料、仪器设备及试剂
菠菜叶、木瓜叶或其他植物叶片。
天平;
研钵;
平底试管(层析管);
层析滤纸;
剪刀;
漏斗;
小烧杯。
95﹪酒精;
石油醚;
丙酮;
CaCO3粉;
石英砂等。
1.叶绿体色素的提取
称取新鲜叶片2g剪碎于研钵中,加少量95﹪酒精(或80﹪丙酮)和少量CaCO3粉及石英砂,研磨成匀浆,再加95﹪酒精(或80﹪丙酮)l0ml稀释研磨后,用滤纸过滤于小瓶中,滤液即为叶绿体色素提取液。
2.点样
取层析滤纸条(规格为1.5×
10cm),在其一端距边沿约1.5cm处画一点样线,用玻璃毛细管吸取叶绿体色素提取液点于点样线上,每点一次样待稍干后再点下一次,重复在原样点点样4~5次,然后将样点完全吹干后进行色素层析分离。
3.层析
取一支平底试管,加入推动剂溶液(石油醚:
丙酮以10:
1比例混合)约2ml,将己点好样的滤纸条插入试管中,使点样端浸入推动剂中(注意样点不能浸入溶剂中),加塞,直立于暗处层析。
约5min(推动剂到达距滤纸前沿约2cm处)后,将滤纸条取出,用铅笔标出各色带的位置。
五、结果鉴定
观察滤纸条上的色带分布,根据各色带的颜色标明为何种色素。
Ⅱ、叶绿素的理化性质
通过实验,了解叶绿体色素的一些主要理化性质。
叶绿素是一种二羧酸的酯,可与碱起皂化作用,产生的盐能溶于水,可用此法将叶绿素与类胡萝卜素分开。
叶绿素与类胡萝卜素都具有共轭双键,在可见光区表现出一定的吸收光谱,可用分光镜检查或用分光光度计精确测定。
叶绿素吸收光量子后转变成的激发态叶绿素分子很不稳定,当它回到基态时,可以发出红光量子,因而产生荧光。
叶绿素的化学性质也很不稳定,容易受强光的破坏,特别是当叶绿素与蛋白质分离后,破坏更快。
叶绿素分子中的镁可被H+所取代而成为褐色的去镁叶绿素,后者遇到Cu2+可形成绿色的铜代叶绿素,这种叶绿素在光下不易受到破坏,故常用此法制作绿色多汁植物的浸制标本。
菠菜叶、木瓜叶及其他植物叶片。
分光镜;
小电炉;
10ml量筒;
小烧杯;
漏斗等。
20﹪KOH甲醇溶液;
30﹪醋酸;
醋酸铜粉;
碳酸钙;
石英砂。
1.叶绿体色素提取
按上述实验Ⅰ叶绿体色素提取方法提取叶绿素。
2.叶绿素的皂化作用(绿色素与黄色素的分离)
2.1用移液管吸取叶绿体色素提取液约5ml放入试管中,再加入1.5ml左右20﹪KOH甲醇溶液,充分摇匀。
2.2片刻后,加入5ml苯,摇匀,再沿试管壁慢慢加入1~1.5ml蒸馏水,轻轻混匀(勿激烈摇荡),静置试管架上,可看到溶液逐渐分为两层,下层是稀的乙醇溶液,其中溶有皂化叶绿素a和b(以及少量叶黄素),上层是苯溶液,其中溶有黄色的胡萝卜素和叶黄素。
3.H+和Cu2+对叶绿素分子中Mg2+的取代作用
3.1吸取叶绿体色素提取液约5ml放入试管中,加入30﹪醋酸数滴,摇匀,观察溶液颜色的变化。
3.2当溶液变褐色后,倾出一半于另一试管中,投入几粒醋酸铜粉,微微加热,观察溶液颜色变化,与未加醋酸铜的一管相比较。
3.3解释上述颜色变化过程,并列出其反应式。
4.叶绿素的荧光现象
取比较浓的叶绿素提取液5ml放入试管中,在直射光下观察溶液的透射光及反射光
的颜色有何不同?
试述其原因。
5.光对叶绿素的破坏作用
5.1取两支试管,各加入经稀释的叶绿体色素提取液5ml,一管放在直射光下,另一管放在黑暗处,1~2h后观察二管溶液颜色有何变化。
5.2另取上述实验Ⅰ中用纸层析法分离成的色谱两张,一张放在直射光下,另一张放在黑暗中。
约1h以后比较两张色谱上四种色素的颜色各有何变化。
5.3解释以上结果。
实验六环境因素对光合作用的影响
1、掌握环境因素对光合作用的影响的原理、操作步骤和实验方法。
2、学会利用此原理来设计实验。
利用真空渗入法排除叶内细胞间隙的空气,充以水分,使叶片沉于水中。
在光合作用过程中,植物吸收二氧化碳放出氧气,由于氧气在水中的溶解度很小,而在细胞内积累,结果使原来下沉的叶片上浮,根据上浮所需的时间的长短,即能比较光合作用的强弱。
植物叶片照度计温度计钻孔器注射器恒温水浴40W日光灯小烧杯
四、操作步骤
(1)从供试植物(棉花,蚕豆,蓖麻油菜等)上选取健壮,叶龄相似的成长叶子数片,用直径1cm的钻孔器,避开叶脉,打下小圆片60片,放于大注射器中注入水,排除空气后,用手指堵信注射器前端小孔,把活塞用力向后拉,即可造成减压而逐出叶肉组织中的空气,放开手指,水即进入组织中,如此重复多次,整个叶子圆片全部充满水分而下沉,把下沉叶圆片连同水倒入小烧杯中,放在黑暗处备用。
(2)取小烧杯6只,其中2只各倒入20ml冷开水,另外4只各加20ml为二氧化碳饱和的冷开水。
为了方便起见,可用一玻管向冷开水中吹气数分钟,使水中二氧化碳达到饱和。
然后于6只小烧杯中各放入叶子圆片10片,分别置于不同光强和不同温度条件下的处理。
为了要获得不同的温度,夏季可将小烧杯浸于冰水中,以获得低温,冬季可将小烧杯浸于温水中,以获得高温,然后用温度计测量实际温度。
(3)记录各烧杯中每一叶子圆片上浮所需时间,计算各处理中圆片上浮所需用的平均时间,或在一定时间内上浮的叶子圆片数。
比较不同条件下光合作用的强弱。
根据结果,比较光强,温度,二氧化碳对光合作用的影响
杯号
光照
温度
二氧化碳
环境
强
高
_
光照培养箱
+
低
窗台边
水浴锅
柜中
结果参考:
1、4、5、6号叶片上浮不明显
2、3上浮较明显,全部上浮
2号用时10.1秒,3号用时5.6秒
实验七植物光合速率的测定
光合速率测定是植物生理学的基本研究方法之一,在作物丰产生理、作物生态、高产
新品种选育以及光合作用基本理论的研究等方面有着广泛的用途。
光合作用的反应式:
光
CO2+H2O————→(CH2O)+O2
叶绿体
光合速率可以用任一反应物的消耗速度或生成物的产生速度来表示。
目前测定植物光合速率有红外线CO2气体分析仪(IRGA)法、氧电极法、改良半叶法等方法。
利用气体分析法测定植物光合速率比较迅速、准确,而且不损伤植株,故在光合作用的研究上经常采用。
一般来说,对陆生植物光合速率的测定多测定其对CO2的吸收,因为在正常空气成分中,氧的含量很高(21﹪左右),光合作用中微量氧的释放不易测得准确,而CO2则相反,空气中的含量仅为0.03﹪左右,即使微量的变化也容易用化学或物理的方法检查出来,目前巳有比较先进的仪器设备(如LI-64001、CI-310、TPS-I、CB-1101型等光合测定系统)用于田间快速测定。
另一种常用的方法是改
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- 实验 指导 土壤 养分
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